Thèmes de recherche

Étude des différents systèmes de régulation mis en place par la plante pour optimiser son absoption en phosphate dans le sol

La perception des ions par les plantes constitue un challenge scientifique. En effet, nous sommes encore loin de maîtriser le fonctionnement de ces voies de régulation qui demeurent parmi les moins bien caractérisées chez les organismes photosynthétiques.  Ceci s’explique probablement par leur importance physiologique qui a conduit à la redondance de nombreux composés constituant un frein aux approches génétiques. Nous nous sommes focalisés depuis plusieurs années sur l’ion phosphate (Pi). La carence de ce macroélément essentiel provoque de très nombreuses modifications physiologiques, développementales et biochimiques chez la plante. En outre il contrôle étroitement la production de nombreuses molécules présentant des applications variées (médicaments, production d’énergie…) et de biomasse. Le CEA a développé de nombreuses études pionnières par le passé en s’appuyant sur l’utilisation de radiotraceurs qui ont permis d’étudier la complexité des mouvements de cet ion dans le sol et son absorption par les plantes. Grâce à une collaboration avec des collègues japonais nous avons utilisé l’imagerie des radioisotopes pour suivre en temps réel l’absorption du Pi et montrer le rôle méconnu de certaines assises cellulaires dans ce processus.  Cet ion présente la particularité d’être particulièrement peu mobile et présent en quantité limitante dans une majorité de sol. L’étude de sa biodisponibilité est donc particulièrement importante. En effet, l’utilisation d’engrais phosphaté pour compenser ce problème est une nécessité pour l’agriculture, or cette ressource naturelle est limitée et peu efficace (seul 20% environ du Pi appliqué est utilisé par les plantes).

A/ Pointe de racine où la coloration bleue révèle les noyaux des cellules. B/ Détail de cellules ou des spots de transcriptions sont visibles en vert. C/ Visualisation de l’entrée de 33Pi dans une racine

Des recherches pour trouver des alternatives aux épandages importants utilisés jusqu’ici sont cruciales pour limiter les pollutions associées. En outre, l’épuisement des gisements naturels va conduire à l’exploitation de ressources de moindre qualité contaminées par divers métaux toxiques. Ceci pose des problèmes environnementaux et de santé publique auxquels il va falloir remédier.

Du fait de la faible disponibilité du phosphate dans le sol, les plantes ont mis en place différents systèmes de régulation afin de favoriser et d’optimiser son absorption au niveau racinaire et son utilisation dans la plante entière. Nos travaux suggèrent qu’une majorité des réponses de la plante à la carence ne résulte pas directement des conséquences métaboliques du manque de phosphate. Elles sont en réalité liées à la détection des quantités de phosphate présentes dans l’environnement par des voies de régulation spécifiques que nous cherchons à élucider.

Notre laboratoire s’intéresse donc aux différentes étapes régulant l’homéostasie du phosphate chez la plante modèle Arabidopsis, ceci à l’échelle de la cellule, du tissu et de la plante entière. En collaboration avec diverses équipes, nous avons mené des études pionnières dans le domaine de la transcriptomique pour caractériser les répercussions globales de la carence en Pi. Nous étudions ainsi l’absorption du Pi et les diverses régulations affectant les transporteurs haute affinité de la famille PHT1 ainsi que l’importance de leur localisation subcellulaire. Nos expériences les plus récentes nous ont amené à mettre au point l’imagerie de la transcription en temps réel. Ceci nous permet d’étudier la progression de la perception du Pi dans chaque cellule de la plante ainsi que la contribution précise des nombreux composants que nous cherchons à identifier et caractériser.

Contacts :
Laurent NUSSAUME 

Hélène JAVOT

Jinsheng ZHU

RÉFÉRENCES :
  1. Ried MK, Wild R, Zhu J, Pipercevic J, Sturm K, Broger L, Harmel RK, Abriata LA, Hothorn LA, Fiedler D, Hiller S, Hothorn M (2021) Inositol pyrophosphates promote the interaction of SPX domains with the coiled-coil motif of PHR transcription factors to regulate plant phosphate homeostasis. Nat Commun 12: 384
  2. Wei, P., Demulder, M., David, P., Eekhout, T., Yoshiyama, K., Okamoto; N.L., Vercauteren, I.,  Eeckhout, D., Galle, M., De Jaeger, G., Larsen, P., Audenaert, D., Desnos, T., Nussaume, L., Loris, R. and De Veylder, L. 2021.  Arabidopsis casein kinase 2 triggers stem cell exhaustion under Al toxicity and phosphate deficiency through activating the DNA damage response pathway. Plant Cell, 33, 1361-1380.
  3. Blein, T., Balzergue, C., Roulé, T., Gabriel, M., Scalisi, L., François, T., Sorin, C., Christ, A., Godon, C., Delannoy, E., Martin-Magniette, M.-L., Nussaume, L., Hartmann, C., Gautheret, D., Desnos, T. and Crespi,  M. 2020. Landscape of the non-coding transcriptome of Col and Ler Arabidopsis ecotypes in response to phosphate starvation. Plant Physiol. 183, 1058-73.
  4. Chevalier F., Cuyas L., Jouhet J., Gros V., Chiarenza S., Secco D., Whelan J., Seddiki K., Block M., Nussaume L., Maréchal E. (2019) Interplay between Jasmonic Acid, Phosphate Signaling and the Regulation of Glycerolipid Homeostasis in Arabidopsis. Plant and Cell Physiology, Oxford University Press, 2019. DOI: 10.1093/pcp/pcz027
  5. Zhu J, Lau K, Puschmann R, Harmel RK, Zhang Y, Pries V, Gaugler P, Broger L, Dutta AK, Jessen HJ, Schaaf G, Fernie AR, Hothorn LA, Fiedler D, Hothorn M (2019) Two bifunctional inositol pyrophosphate kinases/ phosphatases control plant phosphate homeostasis. Elife 8
  6. Godon, C., Mercier, C., Wang, X., David, P., Richaud, P., Nussaume, L., Liu, D., and Desnos, T. 2019. Under phosphate starvation conditions, Fe and Al trigger accumulation of the transcription factor STOP1 in the nucleus of Arabidopsis root cells. Plant J. 99, 937-949.
  7. Hanchi M.Thibaud M.C., Légeret B., Kuwata K., Pochon N., Beisson F., Cao A., Cuyas L., David P., Doerner P., Ferjani A, Li-Beisson Y, Mutterer J., Secco D., Lai F., Whelan J., Philibert M., Raghothama K.G., Rivasseau C., Nussaume L., Javot H.(2018). The phosphate fast-responsive genes PECP1 and PPsPase1 affect phosphocholine and phosphoethanolamine content. Plant Physiology. 176(4):2943-2962. DOI: 10.1104/pp.17.01246.
  8. Bonnot C., Nussaume L., Desnos T.(2018) Identification of Chemical Inducers of the Phosphate-Starvation Signaling Pathway in A. thaliana Using Chemical Genetics. Plant Chemical Genomics, 1795, Humana Press, 242 p., 2018, Methods in Molecular Biology, 978-1-4939-7874-8. DOI : 10.1007/978-1-4939-7874-8_6
  9. Balzergue, C., Dartevelle, T., Godon, C., Laugier, E., Meisrimler, C., Teulon, J.M., Creff, A., Bissler, M., Brouchoud, C., Hagège, A., Müller, J., Chiarenza, S., Péret, B., Delannoy, E., Javot, H., Thibaud, M.C., Armengaud, J., Abel, S., Pellequer, J.L., Nussaume, L. et Desnos, T. 2017. Low phosphate activates STOP1-ALMT1 to rapidly inhibit root cell elongation. Nature communications 8; 15300,  doi:10.1038/ncomms15300.
  10. Chevalier F., Carrera L.C., Nussaume L., Maréchal E. (2016). Chemical Genetics in Dissecting Membrane Glycerolipid Functions. Subcell. Biochem. 86, 159–175. DOI: 10.1007/978-3-319-25979-6_7
  11. Bonnot C., Pinson B., Clément M., Bernillon S., Chiarenza S., Kanno S., Kobayashi N., Delannoy E., Nakanishi T.M., Nussaume L., Desnos T.(2016) A chemical genetic strategy identify the PHOSTIN, a synthetic molecule that triggers phosphate starvation responses in Arabidopsis thaliana. New Phytologist., 209(1):161-176. DOI : 10.1111/nph.13591
  12. Kanno S., Cuyas L., Javot H., Bligny R., Gout E., Dartevelle T., Hanchi M., Nakanishi T.M., Thibaud M.-C., Nussaume L.(2016) Performance and Limitations of Phosphate Quantification: Guidelines for Plant Biologists. Plant and Cell Physiology, 57, 690–706. DOI: 10.1093/pcp/pcv208.
  13. Kanno S., Arrighi J.-F., Chiarenza S., Bayle V., Berthomé R., Péret B., Javot H., Delannoy E., Marin E., Nakanishi T.M., Thibaud M.-C., Nussaume L. (2016) A Novel Role for the Root Cap in Phosphate Uptake and Homeostasis. eLife, 5, e14577. DOI : 10.7554/eLife.14577.
  14. Cardona-López X., Cuyàs L., Marin E., Rajulu C., Irigoyen M.L., Gil E., Puga M.I., Bligny R., Nussaume L., Geldner N., Paz-Ares J. and Rubio V. (2015). ESCRT-III-associated protein AtALIX mediates high affinity phosphate transporter trafficking to maintain phosphate homeostasis in Arabidopsis. Plant Cell 27, 2560-2581
  15. Ayadi A., David P., Arrighi J.-F., Chiarenza S., Thibaud M.-C., Nussaume L., Marin E.(2015) Reducing the genetic redundancy of Arabidopsis PHT1 transporters to study phosphate uptake and signaling. Plant Physiology. 167: 1511 – 1526. DOI : 10.1104/pp.114.252338
  16. Secco D., Shou H., Schultz M.D., Chiarenza S., Nussaume L., Ecker J.R., Whelan J. and Lister R. (2015). Stress induced gene expression drives transient DNA methylation changes at adjacent repetitive elements . eLife e09343.
  1. Péret B., Desnos T., Jost R., Kanno S., Berkowitz O., Nussaume L. (2014). Root architecture responses: in search for phosphate. Plant Physiol 166: 1713-1723.
  1. Arnaud C., Clément M., Thibaud M.-C. Javot H., Chiarenza S.,  Delannoy E., Revol J., Soreau P., Balzergue S., Block M.A., Maréchal E., Desnos T., 1,2,3 *, and  Nussaume L. (2014). Identification of phosphatin, a drug alleviating Pi starvation responses in Arabidopsis. Plant Physiol 166: 1479-1491.
  2. Kanno S., Yamawaki, M., Ishibashi H., Kobayashi N. I. , Tanoi, K., Nussaume L. and Nakanishi T. M. (2012). Real-time Radioisotope Imaging System Developed for Plant Nutrient Uptake. Philosophical Transactions B 367,1501-8.
  3. Bayle V., Arrighi J.-F., Creff A., Nespoulous C., Vialaret J., Rossignol M., Gonzalez E., Paz-Ares J. and Nussaume L. (2011). Arabidopsis thaliana high-affinity phosphate transporters exhibit multiple levels of post-translational regulation. Plant Cell 23, 1523-35.
  4. Hirsch, J., Misson, J., Crisp, P.A., David, P., Bayle, V., Estavillo, G.M., Javot, H., Chiarenza, S., Mallory, A.C., Maizel, A., Declerck, M., Pogson, B.J., Vaucheret, H.,  Crespi, M., Desnos, T., Thibaud, M.-C., Nussaume, L., Marin, E. (2011) A novel fry1 allele reveals the existence of a mutant phenotype unrelated to 5′->3′ exoribonuclease (XRN) activities in Arabidopsis thaliana roots. PLoS ONE 6, e16724, 1-12.
  5. Thibaud M.C., Arrighi J.F., Bayle V., Chiarenza S., Creff A., Bustos R., Paz-Ares J., Poirier Y. and Nussaume L. (2010). Dissection of local and systemic transcriptional responses to phosphate starvation in Arabidopsis. Plant J. 64, 775-789.
  6. Ticconi C.A., Lucero R.D., Sakhonwasee S., Adamson A.W., Creff A., Nussaume L., Desnos T., and S. Abel. (2009). ER-resident proteins, PDR2 and LPR1, mediate the developmental response ofroot meristems to phosphate availability. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 106, 14174-14179.
  7. Svistoonoff S., Creff A., Reymond M., Ricaud L., Blanchet A., Nussaume L. and Desnos T. (2007). Root tip contact with low-phosphate media reprogrammes plant root architecture. Nature Genetics, 39, 792-796.
  1. Hirsch J., Marin E., Floriani M., Chiarenza S., Richaud P., Nussaume L. and Thibaud MC. (2006), Phosphate deficiency promotes modification of iron distribution in Arabidopsis plants. Biochimie. 88, 1767-1771.
  2. Misson J., Raghothama K., Jain A., Jouhet J., Block M., Bligny R., Ortet P., Creff A., Somerville S., Rolland N., Doumas P., Nacry P., Herrerra-Estrella L., Nussaume L.  and Thibaud M.-C. (2005) Transcriptional analysis using the Arabidopsis thaliana whole genome Affymetrix gene chips determined plants responses to phosphate deprivation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 102, 11934-9.
  3. Misson J., Thibaud M-C., Bechtold N., Raghotama K. and Nussaume L. (2004) Transcriptional regulation and functional properties of Arabidopsis Pht1 ;4, a high affinity transporter contributing greatly to phosphate uptake in phosphate deprived plants. Plant Mol Biol, 55, 727-741.

Crédit : N. Léonhardt – S. Chiarenza /CEA

Caractérisation fonctionnelle des H+-ATPases de la membrane plasmique et impacts sur l’homéostasie ionique végétale. Pour rester vivante, toute cellule a besoin de finement réguler son potentiel de membrane et son gradient de protons. Chez les végétaux, cette activité est essentiellement assurée au niveau de la membrane plasmique par des pompes à proton, les H+-ATPases (AHA, 12 membres chez Arabidopsis). Ces transporteurs jouent un rôle essentiel dans de nombreuses fonctions physiologiques, notamment l’homéostasie du pH, les échanges gazeux et hydriques avec l’environnement, l’absorption des nutriments et la signalisation hormonale. Dans ce contexte, nos recherches ont pour objectif de comprendre l’importance de la diversité fonctionnelle et des mécanismes de régulation de la famille des AHAs. Nos études se focalisent sur deux tissus végétaux dans lesquels les H+-ATPases jouent des fonctions biologiques essentielles: la cellule de garde et les racines. Les cellules de garde Les cellules de garde, situées majoritairement dans l’épiderme des feuilles, contrôlent l’absorption du carbone et la perte d’eau avec l’atmosphère et présentent des changements rapides dans leur potentiel turgescent en réponse à divers paramètres environnementaux tels que la lumière, la pression partielle de CO2, l’humidité, le stress hydrique et les attaques pathogènes. Une perte de turgescence des cellules de garde lors d’un stress hydrique est un processus essentiel pour limiter la transpiration au niveau de l’épiderme et éviter la déshydratation des plantes. Les cellules de garde constituent également un système cellulaire unique idéal pour disséquer la fonction de gènes individuels et de protéines dans les cascades de signalisation. Un nombre limité de protéines AHA est exprimé dans la cellule de garde d’Arabidopsis, ce qui facilite les analyses génétiques. Ainsi, les fonctions de ces isoformes, majoritairement exprimées dans la cellule de garde sont actuellement en cours d’étude dans l’équipe. Notamment, nous avons démontré l’inhibition de l’activité de ces enzymes est cruciale pour permettre la fermeture des stomates induite par l’ABA. De plus, l’isoforme la plus fortement exprimée dans les stomates, AHA1, joue un rôle prépondérant dans les mécanismes d’ouverture des stomates en réponse à la lumière bleue et pour la dégradation de l’amidon. Nous étudions aussi leur capacité à contrôler le potentiel membranaire et leur régulation en réponse à des changements des conditions environnementales telles que la transition lumière/obscurité, la sécheresse et le CO2. Les mécanismes de régulation post-traductionnelle de ces protéines, y compris la régulation par les protéines 14-3-3-3 et les événements de phosphorylation, sont aussi analysés.

Schéma d’une cellule de garde – © N. Léonhardt

Afin d’identifier de nouveaux régulateurs impliqués dans le contrôle des pompes à protons en cellule de garde, un crible génétique par imagerie thermique infrarouge est en cours de réalisation. L’ensemble de nos travaux a pour objectif d’améliorer nos connaissances sur l’importance de la diversité fonctionnelle de cette famille de pompes à protons dans les voies de signalisation des cellules de garde et leurs régulations.

Mutants d’Arabidopsis – © N. Léonhardt

Rôle des pompes à protons dans les racines Le rôle des pompes à protons dans le développement et l’architecture du système racinaire sont aussi étudiés ainsi que dans la nutrition et les mécanismes de détoxication de certains éléments toxiques. L’équipe SAVE est impliquée dans le projet DEMETERRES, financé par l’Agence Nationale de la Recherche (ANR) dans le cadre de l’appel RSNR d’Investissements d’Avenir depuis 2013. Il a pour ambition de développer en France un ensemble de technologies innovantes de remédiation des sols et des effluents contaminés, sélectives des radionucléides (principalement sur le césium137), non intrusives et optimisées en matière de déchets secondaires, qui touchent conjointement au domaine des biotechnologies (bio-remédiation et phyto-extraction) et des technologies physico-chimiques dites éco-compatibles. Ce projet, coordonné par le CEA/DRF, est structuré autour d’une expertise scientifique sur les approches physico-chimiques et biologiques, et le savoir-faire industriel des acteurs. Il regroupe des équipes de recherche du CEA à la DRF (BIAM à Cadarache) et à la DEN (DPC, DTCD, DRCP et ICSM), de l’IRSN à Cadarache ainsi que de l’INRA et du CIRAD à Montpellier. Les partenaires industriels sont AREVA et VEOLIA. L’absorption du césium par la plante dépend de multiples paramètres dont les propriétés physico-chimiques du sol et l’état physiologique des plantes. Le césium est un métal alcalin faiblement hydraté dont les propriétés chimiques sont proches de celles du potassium, il est ainsi admis que le césium pénètre dans les plantes principalement par les systèmes de transport du potassium, destinés à leur nutrition. Les paramètres rhizosphériques à l’interface sol/racine et leur modification par le système racinaire jouent des rôles essentiels pour l’absorption du Cs. En particulier, l’architecture racinaire, la plasticité et l’activité de transport sont capables de modifier le pH du sol et les conditions d’oxydo-réduction affectant la biodisponibilité du césium et son absorption par les plantes.  Parmi les transporteurs végétaux, les H+-ATPases de la membrane plasmique sont les principaux transporteurs actifs impliqués dans l’absorption des ions dans les racines via la régulation du potentiel membranaire et jouent un rôle important en affectant les propriétés physico-chimiques de la rhizosphère. Dans ce contexte, nous étudions l’impact de l’activité des H+-ATPases  afin  d’augmenter (phytoremédiation) ou de limiter (sécurité alimentaire) l’absorption du césium dans la plante en modulant la disponibilité du Cs dans la rhizosphère et/ou en régulant les systèmes de transport racinaire du potassium pour son absorption.

Observation de l’extrusion des protons par les racines © N. Léonhardt / CEA

Contact : Nathalie PRAT Lien vers la conférence Cyclope du 30 avril 2019 sur le projet Démeterres

Sergio Svistoonoff/CEA

Chez de nombreuses espèces végétales, la carence en phosphate (Pi) modifie l’architecture du système racinaire. Il semble qu’il s’agisse d’une réponse adaptative. En effet, l’architecture induite favorise l’exploration des horizons superficiels du sol plutôt que les horizons plus profonds qui sont moins riches en phosphate.

Notre projet se concentre sur l’arrêt précoce de la croissance de la racine primaire d’Arabidopsis dans des conditions de carence en Pi. Nous avons montré que cet arrêt de croissance rapide est dépendant du fer et d’un faible pH et qu’il est corrélé avec le durcissement des parois cellulaires épidermiques dans la zone d’élongation, tel que mesuré par nanomécanique en microscopie à force atomique (AFM) (1).

Par génétique classique, nous avons identifié LPR1STOP1 et ALMT1, des gènes majeurs impliqués dans cet arrêt de croissance racinaire (1, 2, 3, 4). Le gène LPR1 code une oxydase à cuivre ayant une activité ferroxydase (5). STOP1 est un facteur de transcription à doigts de zinc de type C2H2 qui active directement l’expression d’ALMT1, codant un transporteur d’exsudation de malate (1). STOP1 et ALMT1 étaient déjà connus pour leur rôle dans la tolérance aux pH très faibles et à l’aluminium (6, 7). Nous avons récemment montré que sous faible pH, le fer et l’aluminium stimulent l’accumulation de la protéine STOP1 dans le noyau des cellules racinaires (8). Nous étudions actuellement plus particulièrement cette étape de régulation.


© Caroline Mercier / CEA

Contact : Thierry DESNOS

RÉFÉRENCES :

  1. Balzergue C*, Dartevelle T*, Godon C*, Laugier E*, Meisrimler C*, Teulon JM, Creff A, Bissler M, Brouchoud C, Hagège A, Müller J, Chiarenza S, Javot H, Becuwe-Linka N, David P, Péret B, Delannoy E, Thibaud MC, Armengaud J, Abel S, Pellequer JL, Nussaume L, Desnos T. Low phosphate activates STOP1-ALMT1 to rapidly inhibit root cell elongation.  Commun. 8:15300 (2017).
  2. Reymond M., S. Svistoonoff, O. Loudet, L. Nussaume and T. Desnos. Identification of QTL controlling root growth response to phosphate starvation in Arabidopsis thaliana. Plant, Cell and Environment, 29:115-125 (2006).
  3. Svistoonoff S, Creff A, Reymond M, Sigoillot-Claude C, Ricaud L, Blanchet A, Nussaume L, Desnos T. Root tip contact with low-phosphate media reprogrammes plant root architecture. Nature Genetics, 39:792-796 (2007).
  4. Ticconi CA, Lucero RD, Sakhonwasee S, Adamson AW, Creff A, Nussaume L, Desnos T, Abel S. ER-resident proteins PDR2 and LPR1 mediate the developmental response of root meristems to phosphate availability. Proc Natl Acad Sci U S A. 106(33):14174-9 (2009).
  5. Müller J, Toev T, Heisters M, Teller J, Moore KL, Hause G, Dinesh DC, Bürstenbinder K, Abel S. Iron-dependent callose deposition adjusts root meristem maintenance to phosphate availability. Dev Cell. 20;33(2):216-30 (2015).
  6. Iuchi S, Koyama H, Iuchi A, Kobayashi Y, Kitabayashi S, Kobayashi Y, Ikka T, Hirayama T, Shinozaki K, Kobayashi M. Zinc finger protein STOP1 is critical for proton tolerance in Arabidopsis and coregulates a key gene in aluminum tolerance. Proc Natl Acad Sci U S A.104(23):9900-5 (2007).
  7. Hoekenga OA, Maron LG, Piñeros MA, Cançado GM, Shaff J, Kobayashi Y, Ryan PR, Dong B, Delhaize E, Sasaki T, Matsumoto H, Yamamoto Y, Koyama H, Kochian LV. AtALMT1, which encodes a malate transporter, is identified as one of several genes critical for aluminum tolerance in Arabidopsis. Proc Natl Acad Sci U S A. 103(25):9738-43 (2006).
  8. Godon C*, Mercier C*, Wang X, David P, Richaud P, Nussaume L, Liu D°, Desnos T. Under phosphate starvation condition, Fe and Al trigger the transcription factor STOP1 to accumulate in the nucleus of Arabidopsis root cells.Plant J. (in press).

Chloroplastes de la mousse Plagiomnium affine – Crédit : Fabelfroh

 

Du chloroplaste au noyau : signalisation des espèces réactives de l’oxygène et du stress photo-oxydant dans les plantes.

Publié le 28 août 2019

Antioxydants chloroplastiques

En conditions naturelles, les végétaux sont souvent exposés à des contraintes du fait, par exemple, de variations de la température, de la lumière ou de la disponibilité en eau. Ces contraintes perturbent le métabolisme photosynthétique et conduisent à une production élevée d’espèces actives de l’oxygène, notamment d’oxygène singulet. A forte concentration, ces espèces sont toxiques et résultent en une situation de stress oxydant, associée à des dommages des macromolécules et une réduction de l’activité photosynthétique. Un de nos projets de recherche vise à caractériser les fonctions de systèmes antioxydants de détoxication et de réparation mis en œuvre par les plantes en réponse au stress photo-oxydant.

Le chloroplaste contient une large gamme de petites molécules antioxydantes liposolubles, comme les caroténoïdes,  les tocophérols et d’autres quinones prénylées, ou hydrosolubles, comme l’ascorbate et la pyrodoxine. La plupart de ces antioxydants sont des piégeurs de l’oxygène singulet qui fonctionnent comme vitamines chez l’Homme. Nous étudions les fonctions protectrices de ce réseau de molécules antioxydantes chloroplastiques, notamment en utilisant des mutants d’extinction ou de surexpression de la plante modèle Arabidopsis thaliana.

Imagerie d’autoluminescence du stress oxydant chez Arabidopsis.
© Michel Havaux / CEA

Fonction de signalisation des produits d’oxydation

Les espèces actives de l’oxygène (EAO) ont un double effet. Outre leur toxicité, les EAO peuvent fonctionner comme des signaux capables d’induire une modification de l’expression des gènes.

Ce double rôle a été reconnu récemment pour l’oxygène singulet formé dans le chloroplaste à partir des molécules de chlorophylle excitées. Les voies de signalisation de l’oxygène singulet peuvent conduire soit à la mort cellulaire, soit à l’acclimatation au stress oxydant.

Nous étudions la signalisation du stress photo-oxydant chez les plantes. En particulier, nous essayons de comprendre comment le signal ‘oxygène singulet’ est perçu dans le chloroplaste et transféré vers le noyau.

Dans ce contexte, nous nous intéressons à la fonction de signalisation des produits d’oxydation des cibles préférentielles de l’oxygène singulet dans le chloroplaste comme les caroténoïdes ou les lipides.

Plantes d’Arabidopsis soumises à des molécules « signal « volatiles dans des caissons hermétiques.
© Michel Havau x/ CEA

Contact : Michel Havaux

Responsable d'équipe

Laurent Nussaume
Contactez l’équipe

Constitution de l'équipe

6 chercheurs, 5 ingénieurs, 6 doctorants, 3 techniciens et 1 post-doctorat

Mots clés

Stress hydrique; génétique; Arabidopsis thaliana; Métaux lourds; Stomate; Architecture racinaire; Transporteurs; Transduction du signal; Phosphate;  QTL;  Gène étiqueté; Croissance; Méristème; Racine